The Korean Society For Biotechnology And Bioengineering

Current Issues

Korean Society for Biotechnology and Bioengineering Journal - Vol. 33 , No. 4

[ Review Paper ]
Korean Society for Biotechnology and Bioengineering Journal - Vol. 33, No. 4, pp.215-226
Abbreviation: KSBB J
ISSN: 1225-7117 (Print) 2288-8268 (Online)
Print publication date 31 Dec 2018
Received 02 Oct 2018 Revised 19 Nov 2018 Accepted 16 Nov 2018
DOI: https://doi.org/10.7841/ksbbj.2018.33.4.215

바이오 산업 소재로서의 리그닌 : 화장품용 소재로서의 가능성을 중심으로
양승화 ; 신현재*
조선대학교 공과대학 일반대학원 화학공학과

Lignin as Bio-industrial Materials : Focused on Cosmetic Ingredients
Seung-Hwa Yang ; Hyun-Jae Shin*
Department of Biochemical and Polymer Engineering, Chosun University, Gwangju 61452, Korea, Tel: +82-62-230-7518, Fax: +82-62-230-7226 (shinhj@chosun.ac.kr)
Correspondence to : *Department of Biochemical and Polymer Engineering, Chosun University, Gwangju 61452, Korea Tel: +82-62-230-7518, Fax: +82-62-230-7226 E-mail: shinhj@chosun.ac.kr


© 2018 The Korean Society for Biotechnology and Bioengineering
Funding Information ▼

Abstract

Lignin, which accounts for 15-35% of the wood components, is being obtained as a by-product in the industrial processes of pulp and in the production of cellulose fuels. It is composed of three main phenyl propane units, p-coumaryl alcohol, coniferyl alcohol, and sinapyl alcohol, which contain a large amount of phenolic hydroxyl groups. In the process of extracting lignin, enzymes and solvents used in each process undergo chemical structural changes during the pretreatment process. Lignin is used in the fields of fine chemicals, polymers, pharmaceuticals and additives, and studies on antioxidant and biological activity are under way. The antioxidative activity of lignin was confirmed by its antioxidant activity, although it depends on the antioxidant activity assay. Several results suggested that lignin should be mixed with conventional antioxidants or synthetic ultraviolet blocking agents rather than using alone. This increases the antioxidant activity and ultraviolet blocking effect by the synergy between lignin and each ingredient. This review described some aspects on a raw material for cosmetics to replace the existing antioxidant raw materials and UV-blocking agents as well as stateof-the-art of lignin research based on literature survey.


Keywords: lignin, antioxidant activity, cosmetic ingredient, UV-blocking agent, biological activity, industrial process

1. INTRODUCTION

리그닌 (lignin)은 셀룰로오스 펄프의 산업 공정 및 셀룰로오 스 연료의 생산에서 부산물로 대량으로 얻어지는 방향족 폴 리머로 대량으로 얻을 수 있으며 싸고 풍부한 자원이다. 총 리그닌 중 약 98%는 주 공정의 에너지 균형을 향상시키기 위 해 연소되며, 소량의 리그닌 (약 1-2%)만이 가치 있는 제품을 만들기 위해 사용된다 [1]. 리그닌의 활용은 정밀 화학제품, 폴리머 산업, 제약, 첨가제 등의 분야이다 (Table 1). 그리고 리그닌은 바인더, 가소제, 흡착제, 복합 재료, 식품 준비용 첨 가제 및 생물학적 활성제의 고분자 담체로 사용된다 [2]. 또 한 리그닌은 콘크리트, 사료 첨가제 및 페놀 수지용 첨가제로 써 연구되어왔으며, 첨단 복합제 및 다른 유기 및 무기 중합 체와 관련되어 연구되어왔다 [3]. 최근에는 항산화 및 생물학 적 활성에 대한 연구도 진행되고 있는데 리그닌이 몇몇 합성 항산화제보다 우수한 것으로 알려졌다 [4]. 리그닌은 산소와 활성산소 종에 의해 유도되는 반응에서 안정제 역할을 하며, 또한 생물학적 시스템과 합성물의 노화를 늦추는 특성을 가 지고 있다. 리그닌의 항산화 특성은 산업, 의료 및 농업 분야 등에서 많은 응용 분야를 보여준다 [5]. 리그닌은 페놀성 수 산기 (phenolic hydroxyl group)를 함유하고 있어 강력한 산화 방지제로 알려져 있다. 식품산업에서 식품의 맛, 색 등의 고 품질로 유기하고자 산화방지제를 사용하는데 최근 리그닌이 이용되고 있다 [6]. 리그닌 중합체를 선택적으로 결합을 절단하거나 리그닌 중합체의 결합을 변형하여 다양한 분야에 이 용하고자 하는 연구가 진행되고 있다. 의약 및 제약분야에서 리그닌 유도체를 이용하여 마이크로 캡슐을 제조하는 구성 성분으로 사용하거나 리그닌의 항산화 기능을 이용하는 연 구도 진행중이다 [7]. 리그닌에 대한 국내외에서의 연구는 대부분 흡착제, 가소제, 탄소섬유 등에 대한 연구들이 많이 진 행되고 있고 [8], 셀룰로오스 생산이나 바이오에탄올 생산을 위한 리그닌 전처리에 대한 연구도 많이 진행되고 있다 [9]. 리그닌의 항산화 및 생물산업 응용에 대한 연구도 진행되고 있으나 다른 연구들에 비해 많은 연구가 이루어지고 있지는 않다. 특히 국내에서는 리그닌의 항산화에 대한 연구는 미미 한 수준이다. 국내에서 부가가치 제품으로 활용되어지지 못 하고 있는 다양한 목재들을 활용하여 페놀성 수산기를 다량 으로 함유하고 있는 리그닌을 생산한다면 농가의 소득 증대 및 지역경제 발전에도 도움을 줄 것이다. 또한 리그닌을 이 용한 부가가치 제품의 생산은 국내 이외에 해외에서도 활용될 수 있다. 이러한 리그닌을 활용하여 항산화 및 생물산업에 응용하기 위해서는 지금까지 진행되어진 연구들에 대하 여 알아볼 필요가 있다. 따라서 본 총설에서는 리그닌의 다 양한 응용분야 가운데 생물산업 분야에 집중하여 최신 연구 결과를 정리하였으며, 특히 화장품용 소재로서 사용하기 위 한 리그닌의 물성과 특성에 관하여 집중적으로 다루었다.

Table 1. 
Potential applications of lignin from biomass
Applications Products
Production of fine chemicals Phenols
Phenol acids
Catechols
Vanillin, vanillic acid
Cinnamic and benzoic acids
DMSO, DMS
Carbon monoxide, methane,
acetic acid, acethylene, ethylene
BTX
Fuels
Ploymer sector Block copolymers
Thermoplastics
Polyurethanes
Macromonomers
Low cost fillers
Nutraceuticals Science / industry
Pharmaceutical Science / industry
Additive for Paints
Coatings
Surfactants


2. 리그닌 (Lignin)
2.1. 리그닌 일반

리그닌은 셀룰로오스 (cellulose), 헤미셀룰로오스 (hemi-cellulose)와 함께 리그노셀룰로오스 (lignocellulose) 바이오매스의 주성분 중 하나이다. 리그닌은 식물의 셀룰로오스와 헤미 셀룰로오스 사이의 간격을 채우며, 리그노셀룰로오스 매트 릭스를 함께 유지하고 세포벽에 강도와 강성을 부여하는 접 착제와 같은 역할을 한다 [10]. 리그닌은 목재의 15-35%를구 성하고 셀룰로오스와 헤미셀룰로오스에 비해 가장 높은 비 에너지 함량을 가지고 있다 [11,12]. 또한 방향족 화학 물질의 지속 가능한 공급 원료가 될 수 있는 재생 가능한 천연 방향 족이 풍부하며 유일한 바이오 폴리머이다 [13,14]. 그러므로 미래의 리그노셀룰로오스 바이오 리파이너리의 경제성은 셀 룰로오스와 리그닌이 고부가가치 화합물로 전환되는 것에 달려있다. 리그닌은 서로 다른 C-O-C 및 C-C 단위체 결합을 통해 함께 결합된 3 개의 주요 페닐 프로판 (phenyl propane) 단량체의 무작위 중합으로 가교 결합된 무정형 중합체이다 [12-15]. 리그닌은 연료와 방향족 화학 물질의 재생 가능한 원 천으로서의 잠재력을 보유하고 있다. 하지만 리그닌의 가용 화 기술은 다당류보다 개발이 아직 부족하다. 열처리 과정에 서 응축된 구조의 형성에 대한 높은 친화성, 불량한 제품 선 택성 및 고형 연료로서 사용의 용이성은 다양한 상호 단위 결합 존재로 인한 촉매 가공의 어려움은 리그닌 기반 바이오 리파이닝 기술의 문제점이다 [16]. 펄프 공장과 미래의 바이 오 정제 시설에서 대량의 리그닌을 사용할 수 있다. 리그닌 전환 공정을 통해 저탄소 바이오 연료 및 현재 화석 연료를 사용하는 방향족 화합물 생산을 위한 새로운 길을 열어줄 것이며, 식물의 경제적 생존 가능성을 높여줄 것으로 보인다[17].

2.2. 리그닌의 구조

목재의 주요 구성 성분은 크게 리그닌, 셀룰로오스, 헤미셀룰로오스이다. 그 중 리그닌은 약 25-30%의 이상을 차지하고 있으며, 리그닌의 거대고분자에는 다양한 관능기 (functional groups)를 포함하고 있다. 리그닌은 고 분자량, 비정질, 고도로 분지된 페닐 프로판 단위의 치환된 중합체이다. 리그닌은 방향족 고리의 O-CH3 치환이 각각 다르게 구성되어 있으며, 주로 3가지 주요 페닐 프로판 단위인 p-coumaryl alcohol, coniferyl alcohol, 및 sinapyl alcohol으로 구성되어있다 [18]. 리그닌 중합체 네트워크는 monolignols의 라디칼 랜덤 커플링에 의해 얻어진다. 리그닌 분자에서, 3개의 주 모노리그네트의 방향족 성분은 p-hydroxy phenyl (H), guaiacyl (G) 및 syringyl (S) 단위이며, 이는 방향족 고리 상에 상이한 메톡실레이션도를 갖는다. H, G, S 단위의 비율은 식물 유형에 따라 매우 다양하다 [19]. 예를 들어, 나자식물의 G 단위는 풍부한 GS- 단위이며, 잔디는 3개의 monolignols HGS- 단위를 포함한다 [20]. 리그닌 구조의 주 유닛 간 결합은 응축 된 결합 (β-O-4, α-O-4, β-β) 및 응축되지 않은 결합 (β-5, β-1, 5-5)이다 [21]. 리그닌은 효소 탈수소 반응으로 거대고분자들 생성되는데 생성된 구조들은 페닐 프로판 구조 단량체이다 [22]. 페닐 프로판 구조 라디칼들은 서로 축합 (coupling) 반응을 통해 형성되는 것으로 알려져 있다. 페놀성 수산기가 효소 탈수소고분자 축합 반응이 진행될 때, 이웃한 페닐 프로판 구조 단량체와 에테르 결합 (ether linkage)을 형성하게 된다 [23]. 이때 리그닌의 거대고분자 축합체 형성은 특성상 5형태의 안정화된 라디칼 공명구조들이 존재한다. 라디칼 공명구조들이 서로 라디칼 축합결합하게 되면서 리그닌 거대고분자들 내에 다양한 내부결합 구조들 (inter-monomeric linkages)이 존재하게 된다 [24]. 또한 리그닌은 두 개의 라디칼 모노머가 축합반응에 의해 이량체 (dimer)가 되고, 다른 라디칼 모노머와 축합되어 삼량체 (trimer)가 되고 계속해서 라디칼 모노머와 축합되어 3차원적 무정형의 거대고분자 구조를 형성하게 된다. 목재의 종류에 따라 바이오매스의 리그닌 함량은 다음과 같은 순서로 감소한다: 침엽수 (softwood) > 활엽수 (hardwood) > 풀(grasses). 침엽수에서 추출된 리그닌은 주로 coniferyl alcohol에서 형성되는 반면 활엽수에서 추출된 리그닌은 coniferyl alcohol과 sinapyl alcohol 로 구성된다고 알려져 있다. 일반적으로 리그닌에서 가장 많이 이루어진 결합은 β-O-4 (β-O-4-aryl ether) 결합이다. 그 외에 다른 주요 결합은 α-O-4 (α-O-4-aryl ether), β-5 (β-5-phenylcoumaran), 5-5 (5-5-biphenyl), 4-O-5 (4-O-5-diaryl ether), β-1 (β-1-(1,2-diarylpropane)) 및 β-β (β-β-resinol) 결합이 있다 [25]. 리그닌은 부가가치 제품을 생산하기 위해 사용할 수 있는 많은 특성을 가지고 있으나 리그닌 구조의 이질성으로 인해 목표 제품으로 분해되고 분리되기가 어렵다. 리그닌 구조의 복잡성과 전처리 과정의 효과로 인해 리그닌으로부터 화학 물질을 식별하고 추출하는 데는 리그닌의 고분자 특성, 결합 및 방향족 고리에 연결된 관능기의 성질을 확인해야 한다. 그럼에도 불구하고, 리그닌 거대 분자에 존재하는 특징과 그 특성은 리그닌에 항산화 단량체가 많이 존재한다는 것을 알려준다.

2.3. 리그닌의 종류, 추출방법, 특징

리그닌이 추출되는 방법은 크게 두 가지로 나눌 수 있다. 첫번째는 펄프 및 제지 산업의 펄프 제조 공정 중에서 셀룰로오스를 주요 산물로 만든 후 남은 공정에서 생산되는 것이고, 두 번째는 다당류를 선택적으로 가수 분해하고 리그닌을 일부 응축된 상태로 남기는 공정의 고체 잔류물로서 생산되는 것이다. 이외에 여러 공정의 부산물로 생산된 리그닌은 각 공정마다 사용되는 효소 및 용매들의 전처리 과정에서 화학적구조 변화를 겪게 된다. 여러 공정을 통해 생산되는 리그닌들은 대표적으로 크라프트 리그닌 (kraft lignin), 설파이트 리그닌 (sulfite lignin), 유기용매 리그닌 (organosolv lignin), 증기폭쇄 리그닌 (steam explosion lignin), 약산처리 리그닌 (dilute acid lignin) 등이 있다. 이 리그닌들을 대표적으로 알려져 있는 리그닌이며, 각각의 리그닌마다 다른 특성들을 가지고 있다. 이외에도 앞서 말한 펄프 및 제지 산업, 바이오 에탄올 제조 공정 부산물로 생산되는 리그닌이 아닌 Bjorkman 이 제안한 목재를 미세하게 분쇄하여 추출하는 마쇄 리그닌 (milled wood lignin)도 있다. Bjorkman 리그닌이라고도 하는 milled wood 리그닌은 분석되지 않은 바이오매스의 protolignin과 가장 구조적으로 유사하여 분석 연구에 적합하다고 알려져 있다. 간단히 말해, milled wood 리그닌은 진동 볼밀을 사용하여 실온에서 톨루엔과 같은 중성 용매에서 사전 추출된 목재를 분해하여 얻어진다. Table 2에 리그닌 종류별 특성에 대하여 나타내었다.

Table 2. 
Classification of lignin
Classification Extraction methods Characterization Yield (%) Ref
Brauns' native lignin Ethanol extract of ground wood
(fine sawdust-size particles)
Lower yield and lower molecular
weight than MWL
8 [26]
Cellulase enzyme lignin Solvent-soluble fraction of MWEL Contains 10-12% carbohydrate;
not completely soluble in common
lignin solvents
95 [27]
Dilute acid lignin Using weak acid and cellulose separation Soluble reactor corrosion,
weak recovery issues
50-70 [28]
Kraft lignin Solvent processing of sodium sulfide and
sodium hydroxide, 150-180°C.
Pulp process -SH bonding,
contents of sulfur 1-2% (very low)
70-90 [30]
Milled wood lignin Ball milling, organic solvent extraction Protolignin lignin yield 20% 20 [39]
Organosolv lignin Treatment of organic and acid solvent, 150-180°C,
not contain sulfur(eco-friendly process).
Inter-unit linkage (α-O-4)structure,
solvent recovered
96 [34]
Pyrolytic lignin Washing & drying under vacuum to
obtain dry lignin
Hydrophobic components 80-90 [37]
Steam explosion lignin High pressure and high temperature (200-500 psig,
180-230°C) treatment steam, pulp fiber
Low molecular weight lignin,
organic solvent solubility, non sulfur
90 [38]
Sulfite lignin Treated sulfurous acid, 150-180°C,
lignosulfonate formation
Hydrophilic solution (ion solution) 95 [40]

2.3.1. 브라운스 천연 리그닌 (Brauns' native lignin, Brauns‘ lignin, native lignin)

1939년 F.E. Brauns가 고안한 방법으로 추출된 리그닌으로 리그닌이 변질되지 않는다 하여 천연 리그닌 또는 브라운스 천연 리그닌이라고 한다. 브라운스 천연 리그닌은 비교적 다른 리그닌들에 비해 변질의 정도가 적고 옅은 색의 리그닌으로 리그닌의 연구용 시료로 사용되었으나 너무 낮은 수율 (약 8%)로 마쇄 리그닌이 대신 사용되었다 [26].

2.3.2. 셀룰라아제 효소처리 리그닌 (Cellulase enzyme lignin)

Cellulase 를 이용하여 효소 가수분해를 진행하여 리그닌을 추출하는 방법으로 리그닌을 추출하는데 사용한 효소를 재사용할 수 있어 적은 비용으로 리그닌이 추출이 가능하다. 효소 가수분해를 진행하기 전에 전처리 과정에 따라 리그닌이 추출되고 남은 셀룰로오스의 사용여부가 결정된다 [27].

2.3.3. 약산처리 리그닌 (dilute acid lignin)

약산처리 공정은 최근 들어 목질계 바이오매스에서 성분 분리 기술에 폭 넓게 연구되어 온 방법으로 바이오에탄올 생산 원료로 사용할 셀룰로오스의 분리 및 당화에 초점을 맞추어진 기술이다. Dilute acid 공정은 2 단계 고온 산 가수 분해 공정으로 다당류를 가수 분해하여 단량체 성분으로 분해한 다음, 푸르푸랄 (furfural)의 C5당, 레불린산 (levulinic acid), 포름산의 C6 당과 같은 화학 물질이 추출된다 [28]. 비용이 저렴하고 직접적으로 당을 얻을 수 있다는 장점이 있다. 그러나 반응장치의 금속 부식문제와 효과적인 산 회수 문제 등으로 비용이 높아지는 단점이 있다. 약산처리 리그닌의 회수는 반응 후, 남아 있는 고형분을 여과하여 회수한다. 이때의 리그닌의 회수율은 약 50-70%로 리그닌과 당유도체들이 혼합되어 있어 순수한 리그닌을 회수하는데 다른 분리 및 정제 과정을 거쳐야 한다 [29].

2.3.4. 크라프트 리그닌 (kraft lignin)

크라프트 공정은 펄프 생산 공정에서 약 90% 정도 차지하는 공정이다. 이 공정의 수산화나트륨 (sodium hydroxide) 및 황화나트륨 (sodium sulfide)의 용액에서 리그닌 및 헤미셀룰로오스가 분리된다 [30]. 수산화나트륨와 황화나트륨 수용액에서 목재를 150-180°C 정도로 증해 처리하는 공정에서 리그닌이 생산된다. 이때 발생하는 흑액에 다량의 리그닌이 함유되어 있는데 흑액에서 사용된 약품을 회수하고 수분을 제거하면 리그닌 부산물이 남는다. 생산된 리그닌 부산물들을 주로 보일러 연료로 사용된다 [22]. 리그닌 부산물을 연료로 사용하는 대신에 리그닌이나 헤미셀룰로오스들을 분리하면 상업적 이용이 가능하다. 이때 리그닌을 분리하는 방법으로 산을 이용한 침전방법과 한외여과 (ultrafiltration) 방법을 이용한다. 이렇게 분리된 리그닌이 크라프트 리그닌이며, 황의 함량이 높은데도 불구하고 설파이트 펄핑 (4-8%)으로부터 추출된 리그닌보다 황 (1.5-3%)을 거의 함유하지 않는다 [31]. 그러나 크라프트 리그닌은 pH > 10에서 용해되기 때문에, 상업적으로 이용 가능한 크라프트 리그닌은 대부분 설폰화되어 사용된다 [32].

2.3.5. 마쇄 리그닌 (milled wood lignin, Bjorkman lignin)

마쇄 리그닌은 protolignin에 가장 근접하다고 알려져 있다. 이러한 마쇄 리그닌은 1957년 Bjokman이 제안한 목재를 미세하게 분쇄하여 추출하는 방법으로 볼 밀링 (ball milling) 기계를 사용하여 목재를 분쇄한다. 아주 미세 사이즈로 분쇄된 목재 분쇄물을 유기용매를 사용해 리그닌을 추출한다. 마쇄리그닌은 다른 리그닌의 추출에서 실험 대조군으로 많이 사용된다 [33].

2.3.6. 유기용매 리그닌 (organosolv lignin)

바이오에탄올 생산과정에서 화학적 전처리 방법을 통해 생산되는 리그닌이다. 유기용매 방법은 소량의 산촉매를 첨가한 에탄올에 목재를 150-180°C 정도로 증해하여 처리하는 공정이다 [34]. 유기용매 리그닌은 2가지 방법으로 추출되는데, 알코올 유기용매 공정과 산 유기용매 공정으로 추출된다. 알코올 유기용매 공정은 가장 광범위하게 사용되는 방법으로 50-70% 에탄올을 사용하여 고온 (150-180°C)에서 리그닌을 추출한다 [35]. 산 유기용매 공정은 아세트산 (acetic aicd) 와 포름산 (formic acid)를 사용하여 저온 (90-120°C)에서 추출된다. 이러한 유기용매 추출 공정은 황이 함유되지 않은 친환경인 방법이다. 유기용매에 용해되어 있는 리그닌은 농축하여 물에 침전하여 회수하는 것이 일반적이다. 그리고 유기용매 리그닌은 β-O-4 내부결합 구조가 많이 존재하는 것으로 알려져 있다 [36].

2.3.7. 열분해 리그닌 (pyrolytic lignin)

열분해 공정을 통해 얻어진 열분해 오일 (pyrolysis oil)에 물을 첨가하여 추출하는 열분해 리그닌은 주로 소수성 성분으로 이루어져 있다 [37]. 열분해 리그닌은 열분해 오일에 물을 첨가하거나 물에 열분해 액체를 첨가하여 추출하며 약 80-90%의 수율을 가진다. 열분해 리그닌은 열방출에 의해 열분해 오일의 올리고머 분자가 기화되면서 구조가 재결합하며, 열분해 리그닌의 기본 구조는 마쇄 리그닌과 유사한 구조를 가졌다고 알려져 있다.

2.3.8. 증기 폭쇄 리그닌 (steam explosion lignin)

증기 폭쇄 전처리 공정은 펄프 제조 공정에서 사용되던 방법으로 목재나 볏짚과 같은 바이오매스를 고압 및 고온 스팀(200-500 psig, 180-230°C)을 사용하여 단시간 (1-20분) 처리해 펄프 섬유를 분리하던 방법이다 [38]. 증기 폭쇄 처리 후, 리그닌의 약 90% 정도가 알카리 또는 유기용매 추출로 리그닌을 회수할 수 있다. 증기 폭쇄 리그닌은 유기용매 리그닌보다 저분자이고 크라프트 리그닌에 비해 유기용매 용해성이 높은 특징이 있다. 또한 리그닌 구조는 페놀성 방향족이 3-12개 정도의 올리고머로 구성되어 있는 것으로 알려져 있다 [39].

2.3.9. 설파이트 리그닌 (sulfite lignin)

설파이트 펄핑 공정에서 생산되는 리그닌으로 리그노술포네이트 (lignosulfonate)라고도 한다. 설파이트 리그닌은 아황산과 아황산염의 혼합 수용액에서 목재를 150-180°C 정도로 증해 처리된다 [40]. 설파이트 펄핑 공정에서는 당-리그닌 중합체들이 생성될 수 있는데 리그닌이 회수되는 형태는 주로 리그노설폰네이트이다. 리그닌 방향환의 설폰산 (HSO3) 반응기가 Ca, Na 와 같은 적절한 이온이 존재하는 환경에서 수용성을 띄고 있다 [10]. pH 변화에 의한 리그닌 침전은 불가능하여 리그닌 설폰네이트에서 황 (sulfur)을 먼저 회수한 다음 농축하여 회수를 한다. 그리고 알칼리 리그닌과는 대조적으로, 설파이트 공정으로 추출된 설파이트 리그닌의 황 함량은 다소 높으며 (4-8%), 거의 모든 pH 범위에 걸쳐 용해시킨다 [41].

2.4. 리그닌의 연구동향
2.4.1. 추출공정

목질계 바이오매스를 이용한 바이오에탄올 생산과정에서 당을 얻기 위해 리그닌 분리 과정을 거치게 된다. 리그닌의 분리 과정에서 리그닌은 전처리 방법에 따라 얻어지는 부산물의 화학적 구조 및 성상이 다르다. 리그닌을 이용한 고부가가치 원료화 및 소재화를 위해 각 추출 공정에서 나오는 리그닌의 화학구조에 대한 연구들이 진행되고 있다. 전처리 과정에 따라 생산되는 리그닌의 화학적 구조가 다르고 이용 가능한 분야들도 달라 여러 연구들이 진행되고 있다. 다양한 탄수화물 부산물을 포함하고 있는 리그닌을 단당체로 분해하여 바이오에탄올 및 여러 단일 화합물 생성에 대한 연구도 진행되고 있다. 효소를 이용한 분해나 화학적 분해를 통한 연구들이 진행되고 있지만 원하는 물질만을 분리해 상업적으로 이용하기 어려워 앞으로 더 연구되어야 할 부분이다.

Li et al. (2009)의 연구에서 에탄올 생산과 관련하여 증기폭쇄 전 목재 전처리 공정에 관한 연구이다[38]. 활엽수와 침엽수를 SO2 함침 후 증기폭쇄하여 리그닌을 추출하였다. SO2함침 후 증기폭쇄를 통해 추출 효율과 추출된 리그닌 구조를 확인하였다. 리그닌을 TGA, SEC, FT-IR, UV, 13C, 2D HSQC 및 31P NMR, 그리고 thioacidolysis를 이용하여 분석했다. 리그닌의 순도, 분자 크기, 기능성 그룹, β-O-4 상호 작용 등의 측면에서 바이오 디젤 성분이나 화학 물질과 같은 가치 있는 제품을 생산할 수 있는 가능성을 확인했다. 알칼리성 추출가능한 리그닌은 다소 순수하고 분자량은 적지만 페놀 수산기 함량은 높다. 2D HSQC NMR 또는 thioacidolysis-GC로 얻은 β-O-4 interunit 연결의 정도는 리그닌 분해성을 예측하는데 적용 할 수 있다. 또한, thioacidolysis의 전후에 적용된 정량적 SEC 측정은 단량체 또는 이량체의 방향족 또는 페놀 생성물을 얻기 위해 리그닌 분열 전위 및 추가 리그닌 공정에서 요구되는 반응을 예측할 수 있다.

Bai et al. (2013)의 연구는 유기용매 전처리 전과 후에 대나무 리그닌의 구조와 구성에서 발생하는 변화를 밝히는 것이었다 [42]. 이를 위해 대나무에서 추출한 대나무의 리그닌은 유기용매 전처리 후 분획 형태로 추출되었다. 이러한 리그닌 분획은 13C-, 2D HSQC NMR, FT-IR, GPC 를 사용하여 분석하였다. 에탄올 유기용매 전처리 동안 주성분인 리그닌, 헤미셀룰로오스, 셀룰로오스는 분해되지 않는다. 대나무로부터 추출 된 분쇄 우드 리그닌은 G>S>>H 인 HGS 리그닌이었다. 대나무 줄기에서 에탄올 유기용매 방법으로 추출된 리그닌은 β-O-4 결합의 분해가 나타났다. 에탄올 유기용매 리그닌의 저 분자량은 2D HSQC NMR 및 FT-IR 스펙트럼 결과 리그닌 일차 구조에 영향을 미치지 않는다는 것을 보여 주지만 이 공정은 리그닌을 분자량을 현저하게 저하시키는 것으로 나타났다. 에탄올 유기용매 처리는 리그닌 1차 구조 및 리그닌 작용기에 큰 영향을 주지 않으면서 상당한 양의 리그닌 및 헤미셀룰로오스를 제거하는 것으로 나타났다.

Wen et al. (2013)의 연구에서는 DMSO/NMI를 사용해 대나무 리그닌 (DL)의 분리를 위한 용해 시스템을 간단한 방법으로 제시하였다 [43]. 추출 된 리그닌은 마쇄 리그닌 (MWL) 및 알칼리 리그닌 (AL)과 비교하여 연구되었다. 정량적 13C 및 2D HSQC NMR 분석 결과, 모든 리그닌 제제는 HGS- 유형이며 p-coumarate 에 의해 측쇄의 α-C 에서 부분적으로 아실화 (12 % 미만)되었다. 또한, 특정 LCC 결합 및 아세틸화 β-O-4는 특정 리그닌의 HSQC 스펙트럼과 구별된다. 추출된 리그닌의 α-O-4, α-β 및 β-5, S/G, 페놀성 수산기, 지방족 히드록실 및 메톡시기 등을 확인하였다. 또한, α-O-4 커플링량 및 리그닌의 분자량은 DL<MWL<AL의 순서로 감소하였다. 항산화 활성 결과는 리그닌 제거 지수가 리그닌 제제에 포함된 페놀성 수산기와 상관관계가 있다는 것을 확인하였다.

2.4.2. 리그닌의 생물산업 응용

리그닌은 제지-펄프 생산 공정 및 목질계 바이오매스를 이용하여 바이오에탄올 생산과정에서 얻어지는 부산물이다. 리그닌이 분리되는 과정에서 전처리 방법에 따라 리그닌의 화학적 구조와 성분들이 다른데, 리그닌을 고부가가치 원료 및 소재로 활용하기 위해서는 화학적 구조 및 성분 분석이 우선적으로 수행된다. 최근 리그닌에 대한 여러 가지 활용에 대한 연구가 많이 이루어지고 있다. 리그닌을 이용한 바이오연료, 바이오소재, 화학약품 등 여러 분야에서 다양하게 연구되고 있으며 상업적으로도 이용되고 있다 [44]. 펄프·제지 산업에서는 리그닌을 농축하여 열에너지로 사용하고 있고, 리그닌의 열화학적 변환을 통하여 액체연료 및 합성가스로 사용하려고 한다. 또한 리그닌을 안정제, 분산제, 계면활성제, 에폭시 레진 및 페놀성 레진과 같은 접착제로도 이용되고 있다 [45]. 리그닌을 구성하고 있는 단량체들의 화학약품 연구도 활발히 진행되고 있다. 리그닌의 산화 방지 활성을 위해서는 방향족 고리에서 자유 페놀성 수산기와 O-메톡시 치환이 필수적이다. 그러나 측쇄에 카르보닐기와 같은 일부 화합물은 리그닌의 항산화 작용에 부정적인 영향을 미친다. 리그닌의 항산화 활성을 감소시키는 주된 요인인 리그닌의 구성성분이 다양하고, 크기 분포가 넓은 것이다 [46].

리그닌을 이용한 바이오연료 연구 분야는 짧은 시간 내에 적용 가능한 분야로 확인되고 있다. 지금까지 크라프트 펄프화 공정은 약품 회수 과정에서 리그닌을 농축하여 보일러에서 연료로 사용하면서 펄프화 공정의 열에너지로 사용하고 있다. 최근에는 기존의 가스화 (gasification) 및 급속 열분해 (fast pyro- lysis) 장치를 활용하여 리그닌을 합성가스 (syngas) 또는 액체연료로 변환하는 연구가 진행중이다. 리그닌 가스화 공정을 통해서 합성가스 (일산화탄소, 수소)를 생성한다 [18].

리그닌을 이용한 바이오소재 연구 분야는 계면활성제, 분산제, 안정제, 접착제와 같이 리그닌 고분자를 화학적 개질을 통해 사용되어 왔다고 알려져 있다. 다른 나라에서는 리그닌에 천연섬유 및 왁스 등을 혼합하여 만든 플라스틱이 상용화가 진행 중이며, 리그닌 고분자를 생분해하여 얻은 단량체를 다시 고분자로 합하여서 폴리우레탄 플라스틱 소재를 개발에 대한 연구가 진행되고 있다 [16]. 리그닌을 이용한 바이오폴리올과 바이오폴리우레탄은 기존의 석유 자원에서 생산된 제품들을 대체할 수 있다 [44]. 리그닌 유래 바이오플라스틱은 고강도 고분자 네트워크를 형성하여 열적 물성이 좋은 바이오플라스틱을 생산하게 된다. 또한 리그닌의 다양한 작용기를 중합 단량체로 활용하여 폴리에스터 등과 같은 바이오플라스틱의 생산도 가능하다 [45]. 최근에는 리그닌을 이용한 탄소섬유 제조 연구는 기계적 강도의 특성을 향상시키고자 하는 방향으로 세계적으로 계속해서 진행되고 있다 [47]. 리그닌을 이용한 항산화제 및 자외선 차단제 개발에 대한 연구도 진행되고 있다. 리그닌을 이용하여 자외선 차단화장품을 개발하거나 [48], 리그닌을 gel 에 혼합하여 화장품 원료 연구는 대나무 바이오매스 활용 측면과 부가가치 증대 면에서도 좋은 연구라 사료된다 [27].

리그닌을 이용한 단량체 화학약품 연구 분야는 장기 계획이 요구되는 분야로 알려져 있다. 리그닌이 재생 가능한 천연고분자로서 고부가가치 화합물로 이용 가능한 것은 저분자화를 통한 방향족 화합물로의 분해이다. 이러한 단량체의 방향족 화합물로 얻어지기까지는 리그닌 고분자의 열화학 변환을 통한 저분자화 공정이 필수적이다. Hydroxycinnamic acid와 guaiacyl 단위에서 유래한 저 분자량 모노머가 리그닌의 항산화 특성을 담당한다는 것을 발견했다 [49]. 또한 리그닌은 종류에 따라 다양한 효과를 나타낸다고 알려져 있다. 항당뇨 (antidiabetic)에는 알칼리 리그닌 (alkali lignin)과 리그노술폰산 (lignosulfonic acid)이 [50,51], 항바이러스 (antiviral activity)에는 리그노술포산 [52,53]과 리그닌 탄수화물 복합체 (lignin-carbohydrate complexe)가 효과가 있다 [54,55]. 또한 항비만 (anti-obesity)에는 리그노페놀 (lignophenol)류가 효과가 있으며 [56,57], 설파이트 저분자 리그닌 (sulfated low-molecular-weight lignin)은 항응혈제 (anticoagulant)와 항폐기종 (antiemphysema)에 효과가 있다고 알려져 있다 [58-60].


3. 화장품에서 사용되는 항산화소재
3.1. 활성산소와 항산화

활성산소는 매우 불안정한 상태로 전자를 하난 잃은 상태의 분자를 말한다. 이러한 홀전자들은 매우 불안정한 상태이며, 이를 극복하는 방법으로 주변의 다른 분자로부터 다른 전자를 취하려 하는 성질이 있다. 이로 인해 더 많은 활성산소가 생산되며, 세포 조직 DNA에 손상을 입힌다 [61]. 활성산소는 생체 내에서 자연적으로 생성되거나, 흡연, 환경오염 물질, UV 조사를 비롯한 각종 화학물질의 노출에 의해 생성된다. 이러한 활성산소는 뇌혈관 질환, 심혈관계 질환, 노화 및 암과 같은 만성 질환의 원인이 되며, 주름 및 색소를 유발하는 등 피부의 노화를 일으키는 것으로 알려져 있다 [62]. 활성산소종 (reactive oxygen species, ROS)은 크게 라디칼 (radical)과 비 라디칼 (non-radical)로 나뉜다. 라디칼 종에는 수산기라디칼 (hydroxyl radical, HO), 슈퍼옥사이드 라디칼 (superoxide radical, O2•-), 과산화라디칼 (peroxyl radical, ROO), 과수산기 (hydroperoxyl radical, HOO), 산화질소 (nitric oxide, NO) 등이 있으며, 비 라디칼은 일중항산소 (singlet oxygen, 1O2), 과산화수소 (hydrogen peroxide, H2O2), 아산화질소 (nitrous oxide, N2O), 오존 (ozone, O3), 퍼옥시니트리트 (peroxynitrite, ONOO-) 등이 있다 [63]. 그중 삼중항 상태의 산소보다 반응성이 커서 인체 내의 성분들을 산화시키는 물질이다. 일중항산소, 과산화수소와 같은 비 라디칼종과 슈퍼옥사이드라디칼, 수산기 라디칼과 같은 산소 중심의 라디칼, 생체 성분과 ROS 와의 반응에서 유래된 과산화라디칼, 알콕실 라디칼 등이 포함된다 [64]. 이러한 ROS 는 광증감 반응, 효소반응 및 고에너지 복사선을 거쳐 생성되는데 이는 피부 세포에 산화적 스트레스를 유발시키고 콜라겐 및 엘라스틴 분자의 절단 및 손상을 일으켜 주름생성을 유도한다. 또한 DNA 손상과 활성에 영향을 주며 멜라닌세포의 증식 및 멜라닌 합성을 증가시킨다 [65,66]. ROS 로부터 산화적 손상을 방지하기 위해 생체 방어기구로서 SOD (superoxide dismutase), glutathione peroxidase, catalase 등의 항산화 효소와 vitamin E, glutathione, vitamin C 등과 같은 항산화 물질이 존재한다. 하지만 피부는 직접적인 환경요인들과 접촉하고 있어 산화적스트레스에 항상 노출되며 생체 내의 항산화성 방어망의 불균형이 일어나 과산화지질 및 산화 생성물이 축적되고 피부노화가 촉진된다 [67]. 이와 같은 활성산소를 제거할 수 있는 항산화제를 사용하면 피부조직을 보호하고 색소 침착과 주름 같은 피부 노화를 일으킨다. 따라서 피부에 알레르기 질환 및 염증을 유발시킬 수 있는 화학 항산화제보다는 인체에 안전한 천연 항산화제의 개발이 필요하다. 현재까지 가장 널리 쓰이고 있는 BHA (butylated hydroxyanisole)나 BHT (butylate dhydroxytoluene), arbutin, kojic acid, adenosine와 같은 합성항산화제는 천연 항산화제에 비해 경제적인 면에서 상대적으로 장점이 있지만, 피부알레르기, 염증, 피부암 등의 독성을 일으킨다는 연구결과가 많다. 천연 항산화제의 대표적인 성분은 비타민류 외에 페놀성 화합물 (phenolic compounds)과 플라보노이드 (flavonoids)를 포함한 식물체 유래 천연물, 저분자 물질 (micromolecules)인 향기 성분들을 포함하며, 토코페롤, 프로폴리스 이외에는 뚜렷한 물질이 개발 및 연구되어 있지 않다 [68]. 따라서 본 연구에서는 대나무 유래 리그닌의 구조를 규명하고 추출방법과 구조에 따른 항산화 활성을 확인하고 천연 항산화제로써 가능성에 대해서 종합적으로 정리하였다.

3.2. 항산화 활성과 자외선 차단과의 관계

자외선 (UV, ultraviolet rays)은 가시광선보다 짧은 파장으로 육안으로 확인되지는 않는다. 자외선은 3가지 종류로 분리되는데 UVA (320-400 nm), UVB (280-320 nm), UVC (100-280 nm)로 분류하며, UVC 는 성층권에서 흡수되어 지구에 도달하지는 않는다 [69]. UVA 와 UVB 에 노출되면 홍진, 광 손상, 눈 손상, 면연체계 변화 등을 일으키며 특히 UVB 에 노출되면 유전자 돌연변이가 발생되어 DNA 가 직접 광화학적 손상을 입게 된다 [70]. UVA 는 DNA 에는 흡수되지 않으나 피부진피층에 깊이 침투하여 free radical 및 ROS 를 생성하여 DNA 의 구조 및 기능을 변화시킨다고 알려져 있다. 이외에 자외선에 노출되면 피부 노화, 피부암 및 악성 흑색종에도 영향을 미치는 것으로 알려져 있다 [71]. 따라서 UVA, UVB 에서 피부를 보호할 뿐 아니라 자유 라디칼, 활성 산소종 소거능에도 효과가 있는 자외선 차단 성분에 대한 연구들이 진행되고 있다 [72].

UVA, UVB 로부터 피부를 보호하기 위하여 자외선 차단 성분이 함유된 화장품을 사용하고 있다. 자외선 차단제는 자외선으로부터 멜라닌 색소의 침착을 저해해 피부의 흑색화를 막고 피부의 염증을 방지하는 역할을 한다 [73]. 이러한 자외선 차단제의 성분은 크게 3가지로 나눌 수 있는데 먼저 자외선을 반사, 산란시켜 물리적으로 자외선을 차단하는 물리적 자외선 차단제가 있다. 물리적 자외선 차단제로는 티타늄디옥사이드 (TiO2)와 징크옥사이드 (ZnO)가 있으며, 자외선을 분산시켜 피부의 침투를 막는다. 피부에 백탁 현상을 유발하며, 특히 티타늄디옥사이드는 자외선에 의해 활성산소를 방출하여 뇌손상을 일으킬 수 있다. 두 번째로 자외선을 흡수하여 열이나 장파장 형태의 저에너지로 전환시켜 자외선을 차단하는 화학적 자외선 차단제가 있다. 화학적 자외선 차단제는 유기 화합물이 주된 원료이며 벤조페논, 옥시벤존, 부틸메톡시디벤조일메탄 등이 있다. 옥시벤존의 경우는 피부를 통해 흡수되면 체내에서 방출되지 않고 축적되어 암을 유발시킬 수 있으며, 다른 화학적 자외선 차단제들은 접촉성 피부염을 유발시킬 수 있다. 마지막으로 물리적 자외선 차단제와 화학적 자외선 차단제가 혼합된 혼합형 자외선 차단제로 각각의 자외선 차단제의 단점을 서로 보완하는 자외선 차단제이다. 자외선으로부터 피부를 보호해주는 자외선 차단제에 대한 부작용에 대한 연구들이 계속 진행되고 있으며, 부작용을 우려하여 최근 자외선만 차단하는 기존의 자외선 차단제들 이외에 항산화 활성도 우수한 천연 자외선 차단제들에 대한 개발이 이루어지고 있다. Dunaliella sanila의 파이톤 (phytoene)과 파이토플루엔 (phytofluene), 레스베라트롤 (resveratrol), 설포라판 (sulporaphane), 석류 (pomegranate)의 카테킨 (catechins)과 안토시아닌 (anthocyanins), 감마 오리자놀 (gamma oryzanol), 리그닌 등이 최근 천연 자외선 차단 성분으로 연구되고 있다 [74].

3.3. 리그닌의 항산화와 UV-차단효과 연구동향

최근 리그닌을 이용하여 항산화 활성 및 자외선 차단에 대한 연구들이 진행되고 있다. 리그닌은 ROS 와 반응에서 안정제 역할을 하며 생물학적 시스템과 합성물의 노화를 늦추는 특성을 가지고 있다. 리그닌의 항산화 활성으로 산업, 의료 및 농업 분야에서 많이 응용되고 있다 [6]. 리그닌의 높은 열 및 생물학적 활성 때문에 단일 분자의 산화 방지 활성이 불충분한 분자량이 낮은 분자 대신에 사용되어진다. 리그닌의 구조와 용해도에 따라 항산화제로서의 효율이 달라진다 [75]. 리그닌이 가지는 기본 구조인 페놀성 수산기와 O-메톡시 치환기가 항산화 활성을 나타내는 것으로 알려져 있다 [46]. 이러한 리그닌의 구조들은 항산화 효과뿐만 아니라 자외선차단에 효과가 있다. 페놀과 케톤 및 다른 발색단들이 자외선을 흡수한다고 알려져 있고 리그닌을 이러한 작용기들을 풍부하게 가지고 있다 [57,76]. 페닐 프로판 단위를 기본으로 방향족 고리가 풍부한 리그닌을 이용하여 항산화 효과 및 자외선 차단에 대한 연구가 지속적으로 진행되고 있으며, 화장품, 식품 등의 산업분야에 지속적으로 적용되면서 버려지는 폐자원은 고부가가치의 제품으로 활용하고 있다.

3.4. 리그닌의 항산화효과

리그닌의 항산화 효과에 대한 연구는 지속적으로 연구되고 있으며, 여러 가지 항산화 활성 방법을 통하여 리그닌의 항산화 효과를 증명하고 있다. 리그닌의 항산화 활성에 대한 연구는 알칼리 리그닌, 유기용매 리그닌과 크라프트 리그닌을 사용하여 진행한 연구들이 많다. 리그닌의 항산화 활성은 추출되는 목재와 추출되는 방법에 따라 다르게 확인된다. 바이오에탄올을 생산하는 공정과 펄프를 생산하는 공정에서 많이 나오는 유기용매 리그닌과 크라프트 리그닌의 연구가 많이 진행되고 있으며 이외에 알칼리 리그닌이나 각각의 추출 용매별로 생산되는 리그닌들이 연구되고 있다. 리그닌의 항산화 효과 확인을 위하여 여러 가지 항산화 활성 방법을 통해 확인하는데 기본적으로 DPPH free radical activity (DPPH) 실험을 진행하게 된다. DPPH 실험은 일반적인 항산화실험에서도 가장 많이 사용되며, 이외에 ABTS radical activity (ABTS), superoxide radical scavenging (SOD), iron (Fe2+) chelating activity, hydroxyl radical scavenging assay 등의 실험방법으로 확인한다 [77]. 리그닌의 항산화 효과를 실험 방법마다 다르지만 평균 IC50 100-500 μg/mL에서 확인이 되었으며, 총 폴리페놀 함량 (total polyphenol contents, TPC)은 35-600 mg/g으로 확인되었다 (Table 3) [50,77-84]. Liu et al. (2017)의 연구같은 경우는 퀘르세틴 (quercetin)과 리그닌을 혼합하면 항산화 효과가 2배 이상 증가하는 것을 확인하였다 [82]. 리그닌이 퀘르세틴과 결합하여 시너지효과로 항산화 효과가 증가한다는 것을 확인하였다. 리그닌은 단독으로 사용할 때도 우수한 항산화 효과를 가지지만 다른 항산화제와 혼합하면 더 높은 항산화 효과를 가지게 된다. 이와 같은 연구 결과는 리그닌을 항산화제로 사용하는데 더 많은 활용방안을 제시하게 되는 것이다.

Table 3. 
Antioxidant activities of lignins
Source Extraction method Antioxidant activity References
Bamboo Steam explosion treatment, DPPH IC50 359.37-566.89 μg/mL; Yang et al.
(P. nigra var. henosis) Alkaline extraction method, ABTS IC50 107.51-202.98 μg/mL (2018) [78]
Organic solvent fraction Hydroxyl radical IC50 233.18-421.31 μg/mL
Fe2+ chelate 51.61-70.14 %;
TPC 417.86-567.30 COUE mg/mL
Spruce, Eucalyptus Kraft and organosolv lignin DPPH IC50 12.85-22.75 μg Gordobil et al.
ABTS IC50 3.47-5.46 μg (2018) [79]
TPC 22.80-35.20 GAE %, 9.1-14.1 OH %
Bamboo (P. bambusoides) Steam explosion treatment, DPPH IC50 383.89-515.37 μg/mL Yang et al.
Alkaline extraction method ABTS IC50 131.78-152.78 μg/mL (2017) [80]
Corn straw Steam explosion pretreatment TPC 155.41-246.13 mg GAE/g An et al.
Enzymatic hydrolysis DPPH IC50 64.76-240.15 μg/mL (2017) [81]
Organic solvent fraction Reducing power assay 2.5-5.1 TE mmol/g
Pine wood Organosolv ethanol lignin DPPH IP 15-200 μg/mL Liu et al.
Quercetin mixture (2017) [82]
Acacia nilotica Pressurized solvent extraction DPPH IC50 59.15-384.02 μg; Barapatre et al.
Dionex accelerated solvent ABTS IC50 12.67-78.95 μg (2016) [77]
extractor FRAP assay EC50 27.22-110.30 μg Yang et al.
Fe2+ chelate 0.67-46.63 %; (2016) [83]
Hydroxyl radical IC50 54.28-452.15 μg
SOD IC50 112.56-500 μg; NO IC50 76.34-500 μg
FTC 5.71-95.30 %; TPC 35.10-591.01 GAE μg
Reducing power EC50 176.67-2161.29 μg
Quercus variabilis Ethanol lignin, Alkali lignin, DPPH IC50 9-261 μg/mL
Milled wood lignin, ABTS IC50 23205-56139 μmol equiv. Trolox/g
Enzymatic hydrolysis lignin FRAP IC50 237-571 μmol equiv. Trolox/g
Moso bamboo (P. edulis), Treatment with DPPH IC50 14.6-44.0 mg/mL Kurakake et al.
Madake (P. bambusoides), ammonia water SOD IC50 11.4-16.0 mg/mL (2015) [84]
Susuki (M. sinensis),
Seitakaawadachisou
(S. altissima),
Kudzu (P. lobata),
Akamatsu (P. densiflora)
Acacia nilotica Alkali lignin TPC 197.10-427.50 μg GAE/mg Barapatre et al.
DPPH 57.94-71.44% (2015) [50]
Reducing power EC50 405.41-1056.34 μg
H2O2 scavenging 30.09-63.56%

3.5. 리그닌의 화장품 소재로서의 가치

리그닌의 물리적 생물학적 주요 기능은 식물에서 물과 영양소의 내부 수송에 참여하고 생화학적 공격에서 식물을 보호하는 역할이다 [50]. 리그닌의 함량이 높은 식물은 직사광선에서 내성이 더 강하다고 알려져 있다 [85]. 이러한 리그닌은 물리적, 화학적 자외선 차단제들의 부작용으로 천연 자외선 차단제로 주목을 받고 있다. 리그닌의 화학 구조가 합성 자외선 차단 성분들의 대체할 수 있으며, 자외선 차단을 할 수 있다고 알려져 있다 [86]. 최근에는 리그닌의 무독성을 입증하면서 화장품 산업에 적합하다는 연구들도 진행되고 있다 [87].

리그닌의 자외선 차단 효과는 대부분 UV 투과율을 측정한 다음 자외선차단지수 (sun protection factor, SPF)를 계산하여 자외선 차단정도를 확인한다. SPF 를 구하거나 UV 투과율을 비교하여 자외선 차단 효과를 확인하는 논문들도 있다. 항산화와 마찬가지로 리그닌의 종류에 따라 SPF 지수가 약간의 차이는 있으나 상업용 자외선 차단 제품과 혼합하여 상용하였을 때 SPF 지수가 증가하는 것을 동일하였다 (Table 4) [48,78,88-91]. 리그닌을 합성 자외선 차단제와 혼합하여 사용하면 자외선 차단 효과가 증가하는데 이는 리그닌과 자외선 차단제와의 π-π* stacking 결합으로 시너지 효과가 발생한다. 리그닌과 합성 자외선 차단제의 방향족 고리 (aromatic ring) 사이에서 2가지 집합 (aggregation) 모드가 형성된다. 이 두 성분의 쌍극자 모멘트사이 경사각이 54.7 이하인 J-aggregation 은 형성되면서 π-π* 전이 에너지 낮아진다. 전이 에너지가 낮아 지면서 자외선 흡수율이 증가하여 자외선 차단효과가 증가하게 된다 [79,92-93]. 이러한 연구 결과로 리그닌을 기존의 합성 자외선 차단제와 혼합하여 안전하면서 자외선 차단 효과가 높은 제품을 개발할 수 있으며 화장품 산업에 충분히 이용 가능하다.

Table 4. 
Sunscreen effect of lignins
Lignin Concentration SPF Ref
Organosolv and kraft lignin 1-5 wt % lignin 10.6-19.7 [78]
Acid-precipitated lignin 0-8 wt % lignin 16.49-80.03 [88]
Enzymatic hydrolysis lignin 10 wt % lignin 7.57-15.03 [89]
Organosolv lignin 10 wt % lignin + 0.5-2 wt % octinoxate 11.13-47.71
Alkali lignin 2-10 wt % lignin 1.10-2.62 [90]
Sodium lignosulfonate 5-10 wt % lignin + SPF 15 cream 15.83-38.53
Alkali lignin 1-10 wt % lignin 1.37-8.66 [91]
Enzymatic-hydrolyzed lignin 1-10 wt % lignin + SPF 15 lotion 19.15-91.61
Organosolv lignin
Sodium lignosulfonate
Alkali lignin 0-10 wt % lignin 0.99-5.72 [48]
0-10 wt % lignin + SPF 15 lotion 18.22-89.58


4. CONCLUSION

본 총설을 통하여 리그닌이라는 소재의 생물산업적 응용가능성 (특히 화장품 첨가로서)이 높음을 확인하였고, 세부적으로는 다음과 같이 내용을 요약할 수 있다.

- 리그닌은 거대 고분자 폴리머로 방향족 화학 물질의 재생가능한 자원이다.

- 리그닌을 활용한 리파이닝 기술은 미래의 바이오 연료 및 다양한 화합물 생산에 유용하다.

- 리그닌의 항산화 활성은 기존의 항산화제와 비슷하게 우수하며, 기존의 항산화제와 섞어서 사용할 때 시너지 효과로 더 높은 항상화 활성을 가진다.

- 리그닌의 자외선 차단 효과는 리그닌을 10% 로 첨가했을 때 가장 높게 확인되었으며, 기존의 자외선 차단제와 혼합하여 사용하면 더 높은 자외선 차단효과를 나타낸다.

- 리그닌의 우수한 항산화 활성과 자외선 차단 효과로 기존의 항산화 원료와 자외선 차단제를 대체하는 화장품 원료로 사용 가능하다.


Acknowledgments

본 연구는 산림청 (한국임업진흥원) 산림과학기술 연구개발사업 (2016015B10-1819-AB02)의 지원에 의하여 수행되었습니다.


References
1. Lora, J. H., and W. G. Glasser, (2002), Recent industrial applications of lignin: A sustainable alternative to nonrenewable materials, J. Polym. Environ, 10, p39-48.
2. Huijgen, W. J., G. Telysheva, A. Arshanitsa, R. J. Gosselink, and P. J. De Wild, (2014), Characteristics of wheat straw lignins from ethanol-based organosolv treatment, Ind. Crops Prod, 59, p85-95.
3. Thakur, V. K., M. K. Thakur, P. Raghavan, and M. R. Kessler, (2014), Progress in green polymer composites from lignin for multifunctional applications: a review, ACS Sustain. Chem. Eng, 2, p1072-1092.
4. Salanti, A., L. Zoia, M. Orlandi, F. Zanini, and G. Elegir, (2010), Structural characterization and antioxidant activity evaluation of lignins from rice husk, J. Agric. Food Chem, 58, p10049-10055.
5. Espinoza-Acosta, J. L., P. I. Torres-Chavez, B. Ramirez-Wong, C. M. Lopez-Saiz, and B. Montano-Leyva, (2016), Antioxidant, antimicrobial, and antimutagenic properties of technical lignins and their applications, Bioresources, 11, p5452-5481.
6. Ugartondo, V., M. Mitjans, and M. P. Vinardell, (2008), Comparative antioxidant and cytotoxic effects of lignins from different sources, Bioresour. Technol, 99, p6683-6687.
7. Lange, H., S. Decina, and C. Crestini, (2013), Oxidative upgrade of lignin-Recent routes reviewed, Eur. Polym. J, 49, p1151-1173.
8. Stewart, D., (2008), Lignin as a base material for materials applications: Chemistry, application and economics, Ind. Crops Prod, 27, p202-207.
9. Bjerre, A. B., A. B. Olesen, T. Fernqvist, A. Ploger, and A. S. Schmidt, (1996), Pretreatment of wheat straw using combined wet oxidation and alkaline hydrolysis resulting in convertible cellulose and hemicellulose, Biotechnol. Bioeng, 49, p568-577.
10. Espinoza-Acosta, J. L., P. I. Torres-Chavez, J. L. Olmedo-Martinez, A. Vega-Rios, S. Flores-Gallardo, and E. A. Zaragoza-Contreras, (2018), Lignin in storage and renewable energy applications: A review, J. Energy Chem, 27, p1422-1438.
11. Bayerbach, R., V. D. Nguyen, U. Schurr, and D. Meier, (2006), Characterization of the water-insoluble fraction from fast pyrolysis liquids (pyrolytic lignin): Part III. Molar mass characteristics by SEC, MALDI-TOF-MS, LDI-TOF-MS, and Py-FIMS, J. Anal. Appl. Pyrolysis, 77, p95-101.
12. Fredheim, G. E., S. M. Braaten, and B. E. Christensen, (2002), Molecular weight determination of lignosulfonates by size-exclusion chromatography and multi-angle laser light scattering, J. Chromatogr. A, 942, p191-199.
13. Li, C., X. Zhao, A. Wang, G. W. Huber, and T. Zhang, (2015), Catalytic transformation of lignin for the production of chemicals and fuels, Chem. Rev, 115, p11559-11624.
14. Tuck, C. O., E. Pérez, I. T. Horváth, R. A. Sheldon, and M. Poliakoff, (2012), Valorization of biomass: Deriving more value from waste, Science, 337, p695-699.
15. Glasser, W. G., V. Dave, and C. E. Frazier, (1993), Molecular weight distribution of (semi-) commercial lignin derivatives, J. Wood Chem. Technol, 13, p545-559.
16. Ragauskas, A. J., G. T. Beckham, M. J. Biddy, R. Chandra, F. Chen, et al , (2014), Lignin valorization: Improving lignin processing in the biorefinery, Science, 344, p1246843.
17. Hill, J., E. Nelson, D. Tilman, S. Polasky, and D. Tiffany, (2006), Environmental, economic, and energetic costs and benefits of biodiesel and ethanol biofuels, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 103, p11206-11210.
18. Boerjan, W., J. Ralph, and M. Baucher, (2003), Lignin biosynthesis. Annu, Rev. Plant Biol, 54, p519-546.
19. Billa, E., E. G. Koukios, and B. Monties, (1998), Investigation of lignins structure in cereal crops by chemical degradation methods. Polym, Degrad. Stab, 59, p71-75.
20. Buranov, A. U., and G. Mazza, (2008), Lignin in straw of herbaceous crops, Ind. Crops Prod, 28, p237-259.
21. Azadi, P., O. R. Inderwildi, R. Farnood, and D. A. King, (2013), Liquid fuels, hydrogen and chemicals from lignin: A critical review, Renew. Sust. Energ. Rev, 21, p506-523.
22. Chakar, F., and A. Ragauskas, (2004), Review of current and future softwood kraft lignin process chemistry, Ind. Crops Prod, 20, p131-141.
23. Scalbert, A., B. Monties, J. Y. Lallemand, E. Guittet, and C. Rolando, (1985), Ether linkage between phenolic acids and lignin fractions from wheat straw, Phytochemistry, 24, p1359-1362.
24. Calvo-Flores, F. G., and J. A. Dobado, (2010), Lignin as renewable raw material, ChemSusChem, 3, p1227-1235.
25. Zakzeski, J., P. C. A. Bruijnincx, A. L. Jongerius, and B. M. Weckhuysen, (2010), The catalytic valorization of lignin for the production of renewable chemicals, Chem. Rev, 110, p3552-3599.
26. Obst, J. R., and T. K. Kirk, (1988), Isolation of lignin, Method Enzymol, 161, p3-12.
27. Tu, M., X. Pan, and J. N. Saddler, (2009), Adsorption of cellulase on cellulolytic enzyme lignin from lodgepole pine, J. Agric. Food Chem, 57, p7771-7778.
28. Samuel, R., Y. Pu, B. Raman, and A. J. Ragauskas, (2010), Structural characterization and comparison of switchgrass ball-milled lignin before and after dilute acid pretreatment, Appl. Biochem. Biotechnol, 162, p62-74.
29. Hayes, M. H. B., (2006), Biochar and biofuels for a brighter future, Nature, 443, p144-144.
30. Minor, J. L., (1986), Chemical linkage of polysaccharides to residual lignin in loblolly pine kraft pulps, J. Wood Chem. Technol, 6, p185-201.
31. Yoon, S. H., and A. Van Heiningen, (2008), Kraft pulping and papermaking properties of hot-water pre-extracted loblolly pine in an integrated forest products biorefinery, Tappi. J, 7, p22-27.
32. Demirbas, A., (2002), Pyrolysis and steam gasification processes of black liquor, Energy Convers. Manag, 43, p877-884.
33. Crestini, C., F. Melone, M. Sette, and R. Saladino, (2011), Milled wood lignin: A linear oligomer, Biomacromolecules, 12, p3928-3935.
34. Kim, Y. S., (2011), A research trend on utilization of the byproducts (lignin) from bioethanol production process with lignocellulosic biomass: A literature review, J. For. Environ. Sci, 27, p183-194.
35. Lawoko, M., G. Henriksson, and G. Gellerstedt, (2005), Structural differences between the lignin-carbohydrate complexes present in wood and in chemical pulps, Biomacromolecules, 6, p3467-3473.
36. Steinhauser, G., (2008), Cleaner production in the Solvay Process: general strategies and recent developments, J. Clean. Prod, 16, p833-841.
37. Scholze, B., and D. Meier, (2001), Characterization of the waterinsoluble fraction from pyrolysis oil (pyrolytic lignin). Part I. PYGC/ MS, FTIR, and functional groups, J. Anal. Appl. Pyrolysis, 60, p41-54.
38. Li, J., G. Gellerstedt, and K. Toven, (2009), Steam explosion lignins; their extraction, structure and potential as feedstock for biodiesel and chemicals, Bioresour. Technol, 100, p2556-2561.
39. Maniet, G., Q. Schmetz, N. Jacquet, M. Temmerman, S. Gofflot, and A. Richel, (2017), Effect of steam explosion treatment on chemical composition and characteristic of organosolv fescue lignin, Ind. Crops Prod, 99, p79-85.
40. Patt, R., O. Kordsachia, and R. Suttinger, (2012), Pulp: in Ullmann’s Encyclopedia of Industrial Chemistry, p476-539, Weinheim: Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, Weinheim, Germany.
41. Braaten, S., B. Christensen, and G. Fredheim, (2003), Comparison of molecular weight and molecular weight distributions of softwood and hardwood lignosulfonates, J. Wood Chem. Technol, 23, p197-215.
42. Bai, Y. Y., L. P. Xiao, Z. J. Shi, and R. C. Sun, (2013), Structural variation of bamboo lignin before and after ethanol organosolv pretreatment, Int. J. Mol. Sci, 14, p21394-21413.
43. Wen, J. L., B. L. Xue, F. Xu, R. C. Suna, and A. Pinkert, (2013), Unmasking the structural features and property of lignin from bamboo, Ind. Crops Prod, 42, p332-343.
44. Li, Y., and A. J. Ragauskas, (2012), Kraft lignin-based rigid polyurethane foam, J. Wood Chem. Technol, 32, p210-224.
45. Jung, J. Y., Y. Lee, and E. Y. Lee, (2016), Value-added utilization of lignin residue from pretreatment process of lignocellulosic biomass, Appl. Chem. Eng, 27, p135-144.
46. Dizhbite, T., G. Telysheva, V. Jurkjane, and U. Viesturs, (2004), Characterization of the radical scavenging activity of lignins-natural antioxidants, Bioresour. Technol, 95, p309-317.
47. Laurichesse, S., and L. Averous, (2014), Chemical modification of lignins: Towards biobased polymers, Prog. Polym. Sci, 39, p1266-1290.
48. Qian, Y., X. Qiu, and S. Zhu, (2015), Lignin: A nature-inspired sun blocker for broad-spectrum sunscreens, Green Chem, 17, p320-324.
49. Vinardell, M. P., and M. Mitjans, (2017), Lignins and their derivatives with beneficial effects on human health, Int. J. Mol. Sci, 18, p1219-1233.
50. Barapatre, A., K. R. Aadil, B. N. Tiwary, and H. Jha, (2015), In vitro antioxidant and antidiabetic activities of biomodified ligninfrom Acacia nilotica wood, Int. J. Biol. Macromol, 75, p81-89.
51. Hasegawa, Y., Y. Kadota, C. Hasegawa, and S. Kawiminami, (2015), Lignosulfonic acid-induced inhibition of intestinal glucose absorption, J. Nutr. Sci. Vitaminol, 61, p449-454.
52. Andrei, G., A. Lisco, C. Vanpouille, A. Introini, E. Balestra, et al , (2011), Topical tenofovir, a microbicide effective against HIV, inhibits herpes simplex virus-2 replication, Cell Host Microbe, 10, p379-389.
53. Gordts, S. C., G. Ferir, T. D’huys, M. I. Petrova, S. Lebeer, et al , (2015), The low-cost compound lignosulfonic acid (LA) exhibits broad-spectrum anti-HIV and anti-HSV activity and has potential for microbicidal applications, PLoS ONE, 10, pe0131219.
54. Lee, J. B., C. Yamagishi, K. Hayashi, and T. Hayashi, (2011), Antiviral and immunostimulating effects of lignin-carbohydrate-protein complexes from Pimpinella anisum, Biosci. Biotechnol. Biochem, 75, p459-465.
55. Thakkar, J. N., V. Tiwari, and U. R. Desai, (2010), Nonsulfated, cinnamic acid-based lignins are potent antagonists of HSV-1 entry into cells, Biomacromolecules, 11, p1412-1416.
56. Norikura, T., Y. Mukai, S. Fujita, K. Mikame, M. Funaoka, and S. Sato, (2010), Lignophenols decrease oleate-induced apolipoprotein-B secretion in HepG2 cells, Basic Clin. Pharmacol. Toxicol, 107, p813-817.
57. Sato, S., Y. Mukai, J. Yamate, T. Norikura, Y. Morinaga, et al , (2009), Lignin-derived lignophenols attenuate oxidative and inflammatory damage to the kidney in streptozotocin-induced diabetic rats, Free Radic. Res, 43, p1205-1213.
58. Henry, B. L., and U. R. Desai, (2014), Sulfated low molecular weight lignins, allosteric inhibitors of coagulation proteinases via the heparin binding site, significantly alter the active site of thrombin and aactor xa compared to heparin, Thromb. Res, 134, p1123-1129.
59. Mehta, A. Y., B. M. Mohammed, E. J. Martin, D. F. Brophy, D. Gailani, and U. R. Desai, (2016), Allosterism-based simultaneous, dual anticoagulant and antiplatelet action. allosteric inhibitor targeting the glycoprotein Ib and heparin-binding site of thrombin, J. Thromb. Haemost, 14, p828-838.
60. Saluja, B., J. N. Thakkar, H. Li, U. R. Desai, and M. Sakagami, (2013), Novel low molecular weight lignins as potential anti-emphysema agents: In vitro triple inhibitory activity against elastase, oxidation and inflammation, Pulm. Pharmacol. Ther, 26, p296-304.
61. Petropoulos, I., and B. Friguet, (2006), Maintenance of proteins and aging: The role of oxidized protein repair, Free Radical Res, 40, p1269-1276.
62. Gragnani, A., S. MacCornick, V. Chominski, S. M. Ribeiro de Noronha, S. A. A. Correa de Noronha, and L. M. Ferreira, (2014), Review of major theories of skin aging, Adv. Aging Res, 3, p265-284.
63. Gulcin, I., (2012), Antioxidant activity of food constituents: An overview, Arch. Toxicol, 86, p345-391.
64. Tosato, M., V. Zamboni, A. Ferrini, and M. Cesari, (2007), The aging process and potential interventions to extend life expectancy, Clin. Interv. Aging, 2, p401-412.
65. Scharffetter-Kochanek, K., P. Brenneisen, J. Wenk, G. Herrmann, W. Ma, et al , (2000), Photoaging of the skin from phenotype to mechanisms. Exp, Gerontol, 35, p307-316.
66. Kim, H. R., H. J. Lee, Y. J. Choi, Y. J. Park, Y. Woo, et al , (2014), Benzylidene-linked thiohydantoin derivatives as inhibitors of tyrosinase and melanogenesis: importance of the β-phenyl-α,β-unsaturated carbonyl functionality, Med. Chem. Comm, 5, p1410-1417.
67. Kim, K. S., Y. Zhao, H. Jang, S. Y. Lee, J. M. Kim, et al , (2009), Large-scale pattern growth of graphene films for stretchable transparent electrodes, Nature, 457, p706-710.
68. Choi, M. H., and H. J. Shin, (2015), Anti-oxidative and anti-melnogenesis effects of buleberry extract, Kor. J. Aesthet. Cosmetol, 13, p216-266.
69. Lucas, R. M., and A. L. Ponsonby, (2002), Ultraviolet radiation and health: Friend and foe, Med. J. Aust, 177, p594-598.
70. Gruijl, F. R., (2000), Photocarcinogensis: UVA vs UVB, Meth. Enzymol, 319, p359-366.
71. Scharffetter-Kochanek, K., M. Wlaschek, P. Brenneisen, M. Schauen, R. Blaudschun, and J. Wenk, (1997), UV-induced reactive oxygen species in photocarcinogenesis and photoageing, Biol. Chem, 378, p1247-1257.
72. Damiani, E., P. Astolfi, L. Cionna, F. Ippoliti, and L. Greci, (2006), Synthesis and application of a novel sunscreen-antioxidant, Free Radic. Res, 40, p485-494.
73. Jung, I., I. S. An, and S. K. An, (2013), The sunscreen usage patterns of adult-onset-acne skin type and comparative study on detergency of mineral sunscreen according to cleansing method, Kor. J. Aesthet. Cosmetol, 11, p959-968.
74. Elmets, C. A., D. Singh, K. Tubesing, M. Matsui, S. Katiyar, and H. Mukhtar, (2001), Cutaneous photoprotection from ultraviolet injury by green tea polyphenols, J. Am. Acad. Dermatol, 44, p425-432.
75. Sakagami, H., K. Hashimoto, F. Suzuki, T. Ogiwara, K. Satoh, et al , (2000), Molecular requirements of lignin-carbohydrate complexes for expression of unique biological activities, Phytochemistry, 66, p2108-2120.
76. Lanzalunga, O., and M. Bietti, (2000), Photo-and radiation chemical induced degradation of lignin model compounds, J. Photochem. Photobiol. B. Biol, 56, p85-108.
77. Barapatre, A., A. S. Meena, S. Mekala, A. Das, and H. Jha, (2016), In vitro evaluation of antioxidant and cytotoxic activities of lignin fractions extracted from Acacia nilotica, Int. J. Biol. Macromol, 86, p443-453.
78. Yang, S. H., M. H. Choi, and H. J. Shin, (2018), Antioxidant activities of lignin extracted from domestic bamboo (Phyllostachys nigra var. henonis) stem, KSBB J, 33, p200-208.
79. Gordobil, O., R. Herrera, M. Yahyaoui, S. İlk, M. Kaya, and J. Labidi, (2018), Potential use of kraft and organosolv lignins as a natural additive for healthcare products, RSC Adv, 8, p24525-24533.
80. Yang, S. H., M. H. Choi, and H. J. Shin, (2017), UV protection effect of lignin extracted by steam explosion technique from domestic bamboo stems, KSBB J, 32, p342-351.
81. An, L., G. Wang, H. Jia, C. Liu, W. Sui, and C. Si, (2017), Fractionation of enzymatic hydrolysis lignin by sequential extraction for enhancing antioxidant performance, Int. J. Biol. Macromol, 99, p674-681.
82. Liu, D., Y. Li, Y. Qian, Y. Xiao, S. Du, and X. Qiu, (2017), Synergistic antioxidant performance of lignin and quercetin mixtures. ACS Sustain, Chem. Eng, 5, p8424-8428.
83. Yang, L., D. Wang, D. Zhou, and Y. Zhang, (2016), Effect of different isolation methods on structure and properties of lignin from valonea of Quercus variabilis, Int. J. Biol. Macromol, 85, p417-424.
84. Kurakake, M., S. Hirotsu, M. Shibata, A. Kubota, and A. Makino, (2015), Lignin antioxidants extracted from lignocellulosic biomasses by treatment with ammonia water, Ind. Crops Prod, 77, p1028-1032.
85. Doherty, W. O., S. P. Mousavioun, and C. M. Fellows, (2011), Value-adding to cellulosic ethanol: Lignin polymers, Ind. Crops Prod, 33, p259-276.
86. Malsawmtluangi, C., D. K. Nath, I. Jamatia, E. Z. Lianhimgthangi, and L. Pachuau, (2013), Determination of sun protection factor (SPF) number of some aqueous herbal extracts, J. Appl. Pharm. Sci, 3, p150-151.
87. Vinardell, M. P., V. Ugartondo, and M. Mitjans, (2008), Potential applications of antioxidant lignins from different sources, Ind. Crops Prod, 27, p220-223.
88. Zhang, H., F. Chen, X. Liu, and S. Fu, (2018), Micromorphology influence on the color performance of lignin and its application in guiding the preparation of light-colored lignin sunscreen, ACS Sustain. Chem. Eng, 6, p12532-12540.
89. Qian, Y., X. Zhong, Y. Li, and X. Qiu, (2017), Fabrication of uniform lignin colloidal spheres for developing natural broad-spectrum sunscreens with high sun protection factor, Ind. Crops Prod, 101, p54-60.
90. Kai, D., Y. K. Chua, L. Jiang, C. Owh, S. Y. Chan, and X. J. Loh, (2016), Dual functional anti-oxidant and SPF enhancing lignin-based copolymers as additives for personal and healthcare products, RSC Adv, 6, p86420-86427.
91. Qian, Y., X. Qiu, and S. Zhu, (2016), Sunscreen performance of lignin from different technical resources and their general synergistic effect with synthetic sunscreens, ACS Sustain. Chem. Eng, 4, p4029-4035.
92. Barsberg, S., T. Elder, and C. Felby, (2003), Lignin-quinone interactions: Implications for optical properties of lignin, Chem. Mater, 15, p649-655.
93. Wang, J., Y. Deng, Y. Qian, X. Qiu, Y. Rena, and D. Yang, (2016), Reduction of lignin color via one-step UV irradiation, Green Chem, 18, p659-699.